Меню Рубрики

С целью моделирования гемолитической анемии мышам ввели

ПРЕДМЕТ, ЗАДАЧИ, МЕТОДЫ И РАЗДЕЛЫ ПАТОФИЗИОЛОГИИ

Проведение патофизиологического анализа экспериментальных данных с целью обучения умению выделять и давать характеристики понятиям: «этиология», «условие, способствующее реализации эффекта причинного фактора», «условие, препятствующее реализации эффекта причинного фактора».

Лабораторное животное (мышь, крыса) помещают в небольшую барокамеру. В течение мин откачивают из барокамеры воздух, понижая давление домм рт.ст.кПа). Черезмин пребывания в разреженной атмосфере животное проявляет признаки беспокойства: перебирает лапками, почёсывает мордочку, бегает по барокамере; ещё черезмин наступаютсудороги, мочеиспускание, животное лежит на боку, возникают редкие глубокие «вздохи» (терминальное дыхание «гаспинг»). Вскоре происходит полная остановка дыхания, животное погибает. Продолжительность жизни животного в разреженной атмосфере составляет, в среднем, 3 мин.

1. Действию каких патогенных факторов подверглось животное в данном эксперименте?

2. Какие из указанных Вами патогенных факторов могли быть причиной развившегося патологического процесса (гипобарической гипоксии)?

3. Каким образом можно экспериментально проверить высказанные предположения?

1. Животное подверглось воздействию общей гипобарии и снижению парциального давления кислорода.

2. Причинами гибели животного могли быть недостаток кислорода и общая гипобария.

3. Целесообразно создать экспериментальные модели, в которых указанные факторы оказывают раздельное воздействие.

Из барокамеры откачивают воздух до давления мм рт.ст., после чего заполняют барокамеру чистым кислородом до нормального атмосферного давления. Приоткрыв дверцу барокамеры, быстро помещают туда экспериментальное животное и немедленно вновь герметизируют камеру. В дальнейшем поступают так же, как и в предыдущем опыте. Наблюдают за состоянием животного. Вначале у него возникает ориентировочная реакция; затем животное спокойно сидит, никаких патологических явлений у него не отмечается. Через 10 мин опыт прекращают и извлекают животное из камеры. Констатируют его поведение и состояние.

Какие выводы, позволяющие подойти к ответу на вопрос «2» предыдущей задачи, можно сделать на основании результатов этого эксперимента?

Гипобария при нормальном парциальном давлении кислорода не приводит к развитию патологических изменений, как в предыдущем эксперименте. Можно предположить, что

основным действующим фактором является недостаток кислорода или совместное его действие с общей гипобарией.

Барокамеру заполняют заранее приготовленной газовой смесью, состоящей из 95% азота и 5% кислорода при нормальном атмосферном давлении. Помещают туда экспериментальное животное и продолжают пропускать слабую струю указанной газовой смеси (парциальное давление кислорода в такой смеси равно примерно 37 мм рт.ст.). Обычн через мин развиваются судороги и происходит остановка дыхания. Учитывая результаты всех указанных выше экспериментов, дайте аргументированные ответы на вопросы.

1. Что является причиной развития острой гипобарической гипоксии и гибели животного?

2. Какую роль в развитии этой формы гипоксии и её исходе играет гипобария (понижение общего давления вдыхаемого воздуха)? Каким патофизиологическим термином обозначают подобные факторы?

1. Причиной острой гипобарической гипоксии и гибели животного является низкое содержание кислорода во вдыхаемом воздухе.

2. Гипобария в этом случае является условием, усугубляющим действие причины.

На 3 мышах проведён следующий эксперимент. Мышь №1 подвергают физической нагрузке (плавание в аквариуме, температура воды около 30 °C); через 5 мин в тот же аквариум помещают мышь №2; спустя с обоих животных извлекают из воды, помещают в барокамеру вместе с мышью №3 (интактной) и откачивают из барокамеры воздух аналогично задаче №1. Интактная мышь погибает спустямин, мышь №2 — спустямин, мышь №1 выдерживает пребывание в разреженной атмосфере в течение 15 мин, после чего опыт прекращают и извлечённая из барокамеры мышь не проявляет каких либо признаков нарушения жизнедеятельности.

1. Какие различия в устойчивости животных к гипоксии установлены в данном эксперименте?

2. Какие механизмы могут лежать в основе наблюдаемых различий реакций животных по отношению к гипобарической гипоксии?

3. Влияет ли гипотермия, возникающая при испарении воды со смоченной поверхности тела в условиях гипобарии на устойчивость к гипоксии? Как обозначить этот этиологический фактор?

1. Наиболее устойчивой оказалась мышь №1 (физическая нагрузка), наименее устойчивым – интактное животное.

2. В основе наблюдаемых различий лежат механизмы общего адаптационного процесса. И, прежде всего, те из них, которые приводят к снижению потребления кислорода тканями и увеличению его доставки к ним.

3. Гипотермия, связанная с испарением воды с поверхности тела, является в данном случае условием, также способным повышать («перекрестно») устойчивость организма к гипоксии.

Эксперимент проводится на 3 мышах.

Мышь №1 наркотизируют п/к введением уретана в дозе 1,5 г/кг. Это животное используют в опыте после развития у него глубокого наркоза.

Мыше №2 за 10 мин до опыта вводят стимулятор ЦНС фенамин в дозе 0,0025 г/кг.

Всех трёх животных помещают в барокамеру и откачивают воздух аналогично опыту в задаче №1.

Мышь №2 обычно погибает на второй минуте пребывания в барокамере, в которой РАТМ 170 мм рт.ст., мышь №3 — на четвёртой минуте; мышь №1 выдерживает 15 мин (и более) гипобарии. После этого её извлекают из барокамеры. У этого животного после пробуждения от наркоза признаков нарушения жизнедеятельности не обнаруживается.

1. Каковы особенности изменения резистентности организма подопытных животных по отношению к гипобарической гипоксии при действии наркотических и возбуждающих ЦНС средств?

2. Каковы возможные механизмы изменения реактивности подопытных животных? Ответы

1. Наименьшей резистентностью к гипобарической гипоксии обладает мышь, которой вводили фенамин – вещество, возбуждающее ЦНС, а наибольшей — наркотизированное животное.

2. Изменение реактивности организма связано главным образом с изменением устойчивости головного мозга к гипоксии. Это определяется его функциональным состоянием и уровнем двигательной активности животных.

Проведение сравнительного анализа двух ситуаций.

При восхождении группы альпинистов на вершину Эвереста на высоте 6500 м над уровнем моря один из альпинистов потерял сознание. Вдыхание кислорода через маску улучшило его состояние, сознание восстановилось. Однако из за слабости и судорог в мышцах он не смог продолжить восхождение и его транспортировали в базовый лагерь на высоте 3000 м над уровнем моря, где постепенно его состояние нормализовалось.

При полёте на высоте 10 000 м произошла разгерметизация кабины самолёта. Для продолжения полёта на этой высоте пилот перешел на дыхание кислородом через маску, но самочувствие его оставалось плохим, развилось удушье, и он был вынужден совершить экстренную посадку.

1. Что явилось причиной развития патологического состояния в том и другом случае?

2. Почему дыхание кислородом в одном случае улучшило состояние, а в другом оказалось неэффективным?

1. В первом случае причиной возникновения патологического состояния явилась гипобарическая гипоксия, во втором — быстрая декомпрессия.

2. В первом случае вдыхание кислорода оказалось эффективным, т.к. устранялась причина, вызвавшая утрату сознания, во втором случае дыхание кислородом неэффективно, т.к. в результате быстрой декомпрессии развилась газовая микроэмболия.

У поступивших в клинику двух монозиготных близнецов грудного возраста обнаружено: увеличение печени (гепатомегалия), сниженный уровень глюкозы плазмы крови (ГПК) натощак (гипогликемия). Содержание ГПК в ответ на введение адреналина повышается незначительно. В печёночных клетках значительно снижена активность фосфорилазы и повышено содержание гликогена.

1. Какой патологический процесс развился у близнецов? Обоснуйте свой ответ.

2. Каковы возможные причины этого патологического процесса?

3. Каковы механизмы формирования патологии гепатоцитов?

4. Каковы механизмы развития гепатомегалии, гипогликемии и незначительного повышения ГПК в ответ на введение адреналина?

У близнецов развилась одна из форм углеводной дистрофии (патологическое накопление в гепатоцитах избытка гликогена).

Причиной гликогеноза является генетический дефект гепатоцитов, который привел к ферментопатии — недостаточности фосфорилазы.

Недостаточность фосфорилазы обусловила снижение степени мобилизации клетками печени гликогена. Это вызывает его избыточное накопление в гепатоцитах с развитием гипогликемии.

Гепатомегалия вызвана накоплением избытка гликогена в гепатоцитах. Недостаточность фосфорилазы объясняет также сниженный гипергликемический эффект адреналина (в норме этот эффект обусловлен повышением активности фосфорилазы под влиянием адреналина).

С целью моделирования гемолитической анемии мышам ввели фенилгидразин, который избыточно активирует в клетках свободнорадикальные реакции. Через полчаса после введения фенилгидразина в крови животных обнаружено снижение количества эритроцитов, присутствие свободных форм Hb и метгемоглобина.

Вопрос. Каковы возможные механизмы повреждения мембран эритроцитов?

Фенилгидразин активирует генерацию избытка активных форм кислорода (супероксидного радикала и его производных) с последующим образованием липидных радикалов и гидроперекисей. Возникающие при этом повреждения бимолекулярного фосфолипидного слоя

мембран характеризуются образованием в них брешей (кластеров повышенной проницаемости) и снижением эффективности работы мембранных ионных насосов. Это ведёт к накоплению избытка Nа+ в эритроцитах с увеличением внутриклеточного осмотического давления. В результате происходит гипергидратация и гемолиз эритроцитов.

В лаборатории исследовали клеточные эффекты вещества, входящего в состав отходов одного из химических производств. Вещество вносили в монокультуру нормальных эпителиальных клеток в токсической концентрации. Наличие признаков повреждения клеток оценивали каждые 30 мин на протяжении 3 ч. Через 3 ч инкубации выявили гибель 85% клеток.

Какие морфологические и биохимические критерии Вы можете предложить для оценки обратимого («А») и необратимого («Б») повреждения эпителиальных клеток в данном эксперименте?

Назовите последовательность патологических изменений в клетке и их механизмы (основываясь на предложенных Вами критериях оценки повреждения клеток.

1.А. Признаками обратимого повреждения клетки (и методами их выявления) являются:

умеренное увеличение объёма клеток (определяется морфологически),

накопление лактата во внеклеточной среде (выявляется биохимическими методами),

увеличение концентрации К+ во внеклеточной среде (выявляется пламенной фотометрией),

снижение мембранного потенциала (определяется электрофизиологическими методами),

распад полисом (выявляется морфологически),

снижение активности митохондриальных ферментов (определяется био- и гистохимически).

1.Б. К признакам необратимого повреждения клеток относят:

нарушение целостности плазматических мембран,

повышение рН клетки с развитием внутриклеточного алкалоза,

увеличение сорбционных свойств клеток (определяется радиоактивным методом — обычно используется радиоактивный технеций 99),

накопление в клетках белков внеклеточного происхождения (выявляется гистофлюоресцентным методом),

наличие в инкубационной среде ферментов цитозольного (лактатдегидрогеназа) и митохондриального (креатинфосфокиназа) происхождения.

2. Нарушение энергетического обмена в клетках сопровождается накоплением избытка К+ и лактата в инкубационной среде. Это обусловлено снижением эффективности работы ионных насосов, активацией гликолиза, уменьшением ингибирующего действия АТФ на ключевые ферменты гликолиза.

Снижение содержания гликогена свидетельствует о стимуляции гликогенолиза. Одновременно с этими процессами происходит набухание клеток вследствие их гипергидратации, вызванной аккумуляцией в клетках Na+, фосфата и лактата. Уменьшение мембранного потенциала связано с накоплением в клетках Na+ и Са2+.

Активность митохондриальных ферментов подавлена вследствие их прямого повреждения или альтерации мембран токсичным агентом. Эти процессы обратимы и могут прекращаться после отмывки токсичного препарата.

В дальнейшем могут происходить необратимые изменения, которые характеризуются деструкцией плазматических мембран. Это приводит к выходу из клеток ферментов и накоплению в них экстраклеточных белков.

О необратимом повреждении клеток могут свидетельствовать также накопление в них технеция, распад митохондрий и ядер, повышение внутриклеточного рН вследствие накопления избытка азотистых оснований.

НАСЛЕДСТВЕННОСТЬ И ПАТОЛОГИЯ

Здоровая женщина Н., у которой отец болен гемофилией А, а мать здорова, обратилась в генетическую консультацию с вопросом, велика ли опасность появления этой болезни у её внуков. Супруг Н., как и трое их детей — сын и две дочери — здоровы.

1. Каков тип наследования и чем обусловлено развитие гемофилии А?

2. Возможно ли развитие летальной формы данной патологии?

3. Как велика вероятность появления этой болезни у внуков по сыновней линии?

Гемофилия А наследуется по рецессивному, сцепленному с хромосомой Х типу. Эта форма патологии связана с дефицитом фактора VIII свёртывания крови.

отношению к средней норме; сублетальная —

Вероятность появления гемофилии А у внуков женщины Н. по сыновней линии равна 0, по дочерней линии: 6,25% — генотипически и фенотипически больные внуки; 6,25% — генотипически больные внучки (фенотипически все внучки здоровы).

Беременная женщина С. обратилась в генетическую консультацию. Она сообщила, что её сестра по матери (отцы — разные) больна фенилкетонурией (ФКУ). В роду супруга С. были браки между близкими родственниками, но никто из детей не болел ФКУ. Обследование женщины С. и её супруга не выявило отклонений в состоянии их здоровья.

Читайте также:  Гемограмма крови при железодефицитной анемии

1. Насколько велика опасность развития ФКУ у сыновей С.?

2. Каков возможный механизм возникновения врождённой формы ФКУ?

3. Каков патогенез основных проявлений этого заболевания?

4. Каким образом осуществляется раннее распознавание ФКУ у новорождённых?

5. Возможна ли профилактика фенилпировиноградной олигофрении у детей?

ФКУ наследуется по аутосомно рецессивному типу. Если супруг не является носителем мутантного гена, то вероятность заболеть у потомков С. практически близка к нулю.

В основе патогенеза большинства случаев заболевания лежит утрата способности синтезировать монооксигеназу, превращающей фенилаланин в тирозин.

Основными клиническими проявлениями ФКУ являются: олигофрения, патологические рефлексы, эпилептические припадки. Другое название этого заболевания — фенилпировиноградная олигофрения. Причины олигофрении точно не установлены. Предполагается повреждение нервных клеток продуктами метаболизма фенилаланина, возможно, фенилпируватом. Может иметь значение дисбаланс аминокислот в ЦНС.

Раннее распознавание ФКУ у новорождённых обеспечивается определением уровня фенилаланина в плазме крови и фенилпирувата в моче сразу после рождения.

Развитие болезни можно предотвратить, если значительно снизить приём фенилаланина с пищей. Такой диеты рекомендуется придерживаться постоянно.

В генетической консультации З. сообщила, что её сестра больна тяжёлой формой серповидноклеточной анемии и что сама она и её супруг практически здоровы. З. интересует, велика ли опасность появления этой болезни у её детей. Для ответа на этот вопрос у З. и её супруга исследовали типы Hb. Исследование показало: в эритроцитах З. содержится: HbА — 70% и HbS — 28%; в эритроцитах супруга: HbА — 98% и HbS — 0%.

1. Каков тип наследования анемии?

2. Какова вероятность рождения у З. детей, страдающих анемией? Есть ли вероятность рождения у З. детей фенотипически здоровых, но содержащих в генотипе аномальный ген, кодирующий HbS?

3. Связана ли вероятность фенотипического (клинического) проявления данного заболевания от пола будущих детей женщины З.?

4. В каких случаях можно ожидать опасного для жизни усугубления течения этого заболевания?

S гемоглобинопатия — аутосомная патология, наследуется по доминантному типу.2. Сама З. — в отличие от своей сестры — не больна анемией, а является лишь носителем гена HbS. В данном случае все её дети фенотипически будут здоровы, но 50% детей будут содержать аномальные гены.

В условиях гипоксии, когда усиливается диссоциация оксигемоглобина (например, во время пребывания в высокогорной местности или при крупозной пневмонии, при большой физической нагрузке, под действием наркоза).

Исследование частоты возникновения разных болезней среди монозиготных (МЗ) и дизиготных (ДЗ) близнецов выявило, что частота составила для:

а) шизофрении (у МЗ = 87%; у ДЗ = 4%);

б) скарлатины (у МЗ = 94%; у ДЗ = 95%);

в) полиомиелита (у МЗ = 44%; у ДЗ = 39%).

1. Чему равны коэффициенты наследуемости Хольцингера для каждой болезни?

2. Какова роль наследственного и средового факторов в возникновении указанных болезней?

3. Можно ли изменить «удельный вес» влияния данных факторов на возникновения этих и других болезней? Если да, то каким образом? Если нет, то почему?

1. Коэффициент наследуемости Хольцингера (Н) характеризует роль генотипа в развитии моногенной или полигенной болезни.Коэффициент Н рассчитывают по формуле:

2. где Кмз — % конкордантных по данному признаку (болезни) у данной выборки монозиготных близнецов по отношению ко всей их популяции,

3. Кдз — % конкордантности по данному признаку (болезни) у данной выборки дизигот по отношению ко всей их популяции. Н для шизофрении = 86,5%. Н для скарлатины = 40%. Н для полиомиелита = 8,2%.

2. Зная коэффициент Н, можно рассчитать коэффициент Е, характеризующий вклад средовых факторов в развитии той же болезни по формуле:

Таким образом, для шизофрении высок вклад наследственного фактора по сравнению со средовым, а для полиомиелита — наоборот.

Беременная М. обратилась в генетическую консультацию. Она сообщила, что её брат болен фенилкетонурией. М. интересует вопрос, какова вероятность, что ее дети будут страдать фенилкетонурией. Обследование женщины М. и её супруга не выявило отклонений в состоянии их здоровья.

1. Каков тип наследования фенилкетонурии и чем этот тип характеризуется?

2. Какова вероятность развития фенилкетонурии у детей женщины М., если частота фенилкетонурии в популяции, к которой принадлежат М. и ее супруг, равна 1 случай на 10000 человек?

3. Каковы проявления фенилкетонурии и что является их причиной?

4. Какой белок (фермент, структурный белок, рецептор, мембранный переносчик) кодируется аномальным геном при данной форме патологии?

5. Каким образом осуществляется распознавание этой болезни у новорождённых?

6. Как можно предупредить развитие фенилпировиноградной олигофрении у детей?

Фенилкетонурия наследуется по аутосомно рецессивному типу. Этот тип наследования патологии характеризуется следующим: больной ребенок рождается у здоровых гетерозиготных родителей; болеют мужчины и женщины; заболевание передают и мужчины, и женщины; вероятность наследования 25% (если родители гетерозиготны); в гомозиготном состоянии, как правило, наблюдается полная пенетрантность, заболевание

протекает со сравнительно одинаковой тяжестью у разных больных; симптомы болезни, как правило, выявляются в раннем детском возрасте; новые мутации крайне редки; заболевание возникает в результате мутаций генов, кодирующих синтез ряда ферментов (в подавляющем большинстве случаев — фенилаланин гидроксилазы).

Поскольку фенилкетонурия наследуется по типу ею болеют только лица, гомозиготные по патологической аллели. Брат М. болен феликетонурией – следовательно родители М. гетерозиготны по патологической аллели. Поэтому вероятность того, что М. — носитель патологической аллели равна 50%. Если частоту патологической аллели в популяции обозначить буквой P, а частоту нормальной аллели буквой N, то частота заболевания будет равна P2. Для фенилкетонурии Р равняется 1/100. Поскольку Р + N = 1, то N= 99/100. Из уравнения(P2 + 2PN + N2 = 1) следует, что частота гетерозигот по аллели фенилкетонурии (2PN), равна 2 х 1/100 х 99/100, то есть примерно 1/50 (так как величина 99/100 близка к 1). Таким образом, супруг М. с вероятностью 1/50 является носителем гена фенилкетонурии. Отсюда, вероятность того, что у М. будут дети, больные фенилкетонурией, равна ¼ х 1/2 х 1/50 = 1/400.

Проявляется фенилкетонурия олигофренией, патологическими рефлексами, эпилептическими припадками. Другое название этого заболевания – фенилпировиноградная олигофрения. Причины олигофрении точно не установлены. Предполагается повреждение нервных клеток продуктами метаболизма фенилаланина, возможно, фенилпируватом. Может иметь значение дисбаланс аминокислот в ЦНС.

В основе патогенеза большинства случаев заболевания – утрата клетками способности синтезировать фермент, превращающей фенилаланин в тирозин.

Существует ориентировочная проба с хлорным железом (тестируют мочу на пелёнках). Скрининговая программа (в том числе федеральная программа в России) предусматривает определение уровня фенилаланина в плазме крови, фенилпирувата в моче. Кровь у новорождённых берут на й день после рождения, т.е. ещё в родильном доме (ранее 3 дней неэффективнобольшого числа ложноотрицательных заключений). В случае положительного результата проводится уточняющая биохимическая диагностика. Это более сложная процедура, иногда многоэтапная.необходимо подтвердить гиперфенилаланинемию и,разобраться в её причине. Она может быть обусловлена типичной (классической) фенилкетонурией (недостаточность фенилаланин гидроксилазы), вариантными или атипичными формами этой болезни, резистентными к диетотерапии, наследственной гиперфенилаланинемией (доброкачественной), другими формами нарушения метаболизма.

Развитие болезни можно предотвратить, если значительно снизить приём фенилаланина с пищей. Такой диеты рекомендуется придерживаться постоянно.

ТИПОВЫЕ ФОРМЫ НАРУШЕНИЯ МИКРОЦИРКУЛЯЦИИ

Пациенту Д. 68 лет, страдающему хроническим гепатитом и циррозом печени, проводилась пункция брюшной полости для выведения асцитической жидкости. На минуте процедуры, после удаления 5 л жидкости, пациент пожаловался на слабость, головокружение и тошноту, но процедура была продолжена. После выведения ещё 1,5 л жидкости пациент потерял сознание. Через несколько минут после оказания неотложной помощи сознание восстановилось, но пациентжалуется на сильную слабость, головокружение, тошноту.

1. В чём заключалась ошибка врача при проведении процедуры у данного пациента?

2. Каковы причина и механизмы развития обморока при быстром удалении асцитической жидкости?

3. Каковы возможные механизмы компенсации расстройств кровообращения в мозге в подобной ситуации?

4. Почему компенсаторные механизмы системы кровообращения у данного пациента оказались малоэффективны?

Ошибка врача заключалась в слишком быстром одномоментном выведении большого количества транссудата из брюшной полости. Жидкость необходимо выводить медленно, с периодическими перерывами. В этих условиях происходит адаптация регионарной гемодинамики к развивающемуся состоянию перераспределения крови.

Причиной обморока являются ишемия и гипоксия головного мозга. Они развиваются вследствие быстрого удаления из брюшной полости асцитической жидкости, которая в течении длительного времени сдавливала сосуды портальной системы пациента. В результате этого артерии и вены брюшной полости быстро расширяются и наполняются кровью. При этом снижается кровоток в артериях головного мозга и органов грудной клетки: в них развиваются ишемия и гипоксия.

В подобной ситуации включаются механизмы активации притока артериальной крови к ткани мозга по коллатеральным сосудам. Однако, у данного пациента они неэффективны (главным образом, в связи с быстрым одномоментным выведением большого количества асцитической жидкости, а также – системным атеросклерозом, хроническим течением заболевания и другими факторами).

Компенсаторные механизмы системы кровообращения у данного пациента оказались малоэффективными. Мозг относится к тканям с абсолютно недостаточным коллатеральным кровотоком. Полноценное восстановление тока крови было бы возможно в случае отсутствия значительного склерозирования и нарушений эластичности стенок сосудов головного мозга. Скорее всего, у этого пожилого пациента имеется системный атеросклероз, в том числе артерий головного мозга, исходно недостаточное его кровоснабжение, что и способствовало усугублению ситуации.

На приёме в поликлинике мужчина 56 лет предъявил жалобы на быструю утомляемость и боли в икроножных мышцах при ходьбе, прекращающиеся после остановки (симптом «перемежающейся хромоты»), зябкость ног, чувство их онемения, «ползания мурашек» и покалывания (парестезии) в покое. Пациент много курит (с юношеского возраста), его профессия связана с периодами длительного охлаждения (работа на открытом воздухе в осенне зимнее время). При осмотре: стопы бледные, кожа на них наощупь сухая, холодная, ногти крошатся; пульс на тыльной артерии стопы и на задней большеберцовой артерии на обеих конечностях не прощупывается. Предварительный диагноз «Облитерирующий эндартериит».

1. Какая форма патологии регионарного кровообращения имеется у пациента? Назовите её характерные признаки.

2. Каковы механизмы развития этой формы патологии у данного пациента?

3. Каковы возможные неблагоприятные последствия расстройств кровообращения у пациента?

4. Каковы наиболее вероятные механизмы развития представленных в ситуации симптомов?

источник

Мышь №1 наркотизируют п/к введением уретана в дозе 1,5 г/кг. Это животное используют в опыте после развития у него глубокого наркоза.

Мыше №2 за 10 мин до опыта вводят стимулятор ЦНС фенамин в дозе 0,0025 г/кг.

Всех трёх животных помещают в барокамеру и откачивают воздух аналогично опыту в задаче №1.

Мышь №2 обычно погибает на второй минуте пребывания в барокамере, в которой РАТМ 170 мм рт.ст., мышь №3 — на четвёртой минуте; мышь №1 выдерживает 15 мин (и более) гипобарии. После этого её извлекают из барокамеры. У этого животного после пробуждения от наркоза признаков нарушения жизнедеятельности не обнаруживается.

1. Каковы особенности изменения резистентности организма подопытных животных по отношению к гипобарической гипоксии при действии наркотических и возбуждающих ЦНС средств?

2. Каковы возможные механизмы изменения реактивности подопытных животных?

1. Наименьшей резистентностью к гипобарической гипоксии обладает мышь, которой вводили фенамин – вещество, возбуждающее ЦНС, а наибольшей — наркотизированное животное.

2. Изменение реактивности организма связано главным образом с изменением устойчивости головного мозга к гипоксии. Это определяется его функциональным состоянием и уровнем двигательной активности животных.

Задача 2. Проведение сравнительного анализа двух ситуаций.

При восхождении группы альпинистов на вершину Эвереста на высоте 6500 м над уровнем моря один из альпинистов потерял сознание. Вдыхание кислорода через маску улучшило его состояние, сознание восстановилось. Однако из‑за слабости и судорог в мышцах он не смог продолжить восхождение и его транспортировали в базовый лагерь на высоте 3000 м над уровнем моря, где постепенно его состояние нормализовалось.

Читайте также:  Какие симптомы характерны для железодефицитной анемии

При полёте на высоте 10 000 м произошла разгерметизация кабины самолёта. Для продолжения полёта на этой высоте пилот перешел на дыхание кислородом через маску, но самочувствие его оставалось плохим, развилось удушье, и он был вынужден совершить экстренную посадку.

1. Что явилось причиной развития патологического состояния в том и другом случае?

2. Почему дыхание кислородом в одном случае улучшило состояние, а в другом оказалось неэффективным?

1. В первом случае причиной возникновения патологического состояния явилась гипобарическая гипоксия, во втором — быстрая декомпрессия.

2. В первом случае вдыхание кислорода оказалось эффективным, т.к. устранялась причина, вызвавшая утрату сознания, во втором случае дыхание кислородом неэффективно, т.к. в результате быстрой декомпрессии развилась газовая микроэмболия.

Контроль и коррекция уровня усвоения материалов по теме модуля.

Заключение преподавателя.


ПОВРЕЖДЕНИЕ КЛЕТКИ

Цель модуля

Сформировать умение решать профессиональные задачи врача на основе патофизиологического анализа данных о причинах и условиях возникновения, механизмах развития и исходах патологических процессов, состояний, реакций и болезней на клеточно – молекулярном уровне; формулировать принципы и методы их выявления, коррекции и профилактики.

СОДЕРЖАНИЕ модуля

Контроль и коррекция исходного уровня подготовки.

А. Тестовый контроль

Б. Собеседование и дискуссия по вопросам:

1. Характеристика понятия «повреждение клетки».

2. Экзогенные и эндогенные факторы (причины и условия) повреждения клетки.

3. Структурные, метаболические, физико-химические и функциональные изменения в клетке при её обратимом и необратимом повреждении.

4. Типовые механизмы повреждения клетки (нарушения в генетической программе и механизмах ее реализации; расстройства энергетического, водно-электролитного, белкового, жирового и углеводного обменов; повреждение мембран и ферментов; нарушения процессов рецепции, внутриклеточной регуляции и адаптации).

5. Роль активных форм кислорода, свободных радикалов, про- и антиоксидантных систем, продуктов липопероксидации в повреждении клетки.

6. Апоптоз: характеристика понятия, причин и механизмов реализации. Значение в норме и в условиях патологии.

7. Адаптивные реакции при повреждении клеток и возможности управления ими.

Выполнение обучающих заданий.

Задача 1.

У поступивших в клинику двух монозиготных близнецов грудного возраста обнаружено: увеличение печени (гепатомегалия), сниженный уровень глюкозы плазмы крови (ГПК) натощак (гипогликемия). Содержание ГПК в ответ на введение адреналина повышается незначительно. В печёночных клетках значительно снижена активность фосфорилазы и повышено содержание гликогена.

1. Какой патологический процесс развился у близнецов? Обоснуйте свой ответ.

2. Каковы возможные причины этого патологического процесса?

3. Каковы механизмы формирования патологии гепатоцитов?

4. Каковы механизмы развития гепатомегалии, гипогликемии и незначительного повышения ГПК в ответ на введение адреналина?

1. У близнецов развилась одна из форм углеводной дистрофии —гликогеноз (патологическое накопление в гепатоцитах избытка гликогена).

2. Причиной гликогеноза является генетический дефект гепатоцитов, который привел к ферментопатии — недостаточности фосфорилазы.

3. Недостаточность фосфорилазы обусловила снижение степени мобилизации клетками печени гликогена. Это вызывает его избыточное накопление в гепатоцитах с развитием гипогликемии.

4. Гепатомегалия вызвана накоплением избытка гликогена в гепатоцитах. Недостаточность фосфорилазы объясняет также сниженный гипергликемический эффект адреналина (в норме этот эффект обусловлен повышением активности фосфорилазы под влиянием адреналина).

Задача 2.

С целью моделирования гемолитической анемии мышам ввели фенилгидразин, который избыточно активирует в клетках свободнорадикальные реакции. Через полчаса после введения фенилгидразина в крови животных обнаружено снижение количества эритроцитов, присутствие свободных форм Hb и метгемоглобина.

Вопрос. Каковы возможные механизмы повреждения мембран эритроцитов?

Ответ. Фенилгидразин активирует генерацию избытка активных форм кислорода (супероксидного радикала и его производных) с последующим образованием липидных радикалов и гидроперекисей. Возникающие при этом повреждения бимолекулярного фосфолипидного слоя мембран характеризуются образованием в них брешей (кластеров повышенной проницаемости) и снижением эффективности работы мембранных ионных насосов. Это ведёт к накоплению избытка Nа + в эритроцитах с увеличением внутриклеточного осмотического давления. В результате происходит гипергидратация и гемолиз эритроцитов.

Задача 3.

В лаборатории исследовали клеточные эффекты вещества, входящего в состав отходов одного из химических производств. Вещество вносили в монокультуру нормальных эпителиальных клеток в токсической концентрации. Наличие признаков повреждения клеток оценивали каждые 30 мин на протяжении 3 ч. Через 3 ч инкубации выявили гибель 85% клеток.

Вопросы и задание:

1. Какие морфологические и биохимические критерии Вы можете предложить для оценки обратимого («А») и необратимого («Б») повреждения эпителиальных клеток в данном эксперименте?

2. Назовите последовательность патологических изменений в клетке и их механизмы (основываясь на предложенных Вами критериях оценки повреждения клеток.

1.А. Признаками обратимого повреждения клетки (и методами их выявления) являются:

· умеренное увеличение объёма клеток (определяется морфологически),

· накопление лактата во внеклеточной среде (выявляется биохимическими методами),

· увеличение концентрации К + во внеклеточной среде (выявляется пламенной фотометрией),

· снижение мембранного потенциала (определяется электрофизиологическими методами),

· распад полисом (выявляется морфологически),

· снижение активности митохондриальных ферментов (определяется био- и гистохимически).

1.Б. К признакам необратимого повреждения клеток тносят:

· нарушение целостности плазматических мембран,

· повышение рН клетки с развитием внутриклеточного алкалоза,

· увеличение сорбционных свойств клеток (определяется радиоактивным методом — обычно используется радиоактивный технеций 99),

· накопление в клетках белков внеклеточного происхождения (выявляется гистофлюоресцентным методом),

· наличие в инкубационной среде ферментов цитозольного (лактатдегидрогеназа) и митохондриального (креатинфосфокиназа) происхождения.

2. Нарушение энергетического обмена в клетках сопровождается накоплением избытка К + и лактата в инкубационной среде. Это обусловлено снижением эффективности работы ионных насосов, активацией гликолиза, уменьшением ингибирующего действия АТФ на ключевые ферменты гликолиза.

Снижение содержания гликогена свидетельствует о стимуляции гликогенолиза. Одновременно с этими процессами происходит набухание клеток вследствие их гипергидратации, вызванной аккумуляцией в клетках Na + , фосфата и лактата. Уменьшение мембранного потенциала связано с накоплением в клетках Na + и Са 2+ .

Активность митохондриальных ферментов подавлена вследствие их прямого повреждения или альтерации мембран токсичным агентом. Эти процессы обратимы и могут прекращаться после отмывки токсичного препарата.

В дальнейшем могут происходить необратимые изменения, которые характеризуются деструкцией плазматических мембран. Это приводит к выходу из клеток ферментов и накоплению в них экстраклеточных белков.

О необратимом повреждении клеток могут свидетельствовать также накопление в них технеция, распад митохондрий и ядер, повышение внутриклеточного рН вследствие накопления избытка азотистых оснований.

источник

Изобретение относится к области медицины, к экспериментальной гематологии и касается способа моделирования гемолитической анемии. Моделируют гемолитическую анемию путем однократного внутрибрюшинного введения экзогенного фактора лабораторным животным. Вводят высокомолекулярный полиэтиленоксид с молекулярной массой 3-6·10 6 дальтон в дозах 0,6-1,5 мг/кг. Способ позволяет осуществить моделирование гемолитической анемии путем применения высокомолекулярного полиэтиленоксида (ВМПЭО). 1 табл.

Изобретение относится к области медицины, конкретно к экспериментальной гематологии, и касается способа моделирования гемолитической анемии.

Известны способы моделирования гемолитической анемии путем применения экзогенных гемолитических факторов, к которым относится змеиный, грибной яд, сапонины, мышьяковистый водород, фенилгидразин, ацетилфенилгидразин, фосфор и др. [1].

Однако гемолитические экзогенные факторы, воздействуя на мембраны и ферментативную систему эритроцитов и вызывая острый внутрисосудистый гемолиз, обладают выраженным токсическим действием на важные системы и органы (печень, почки, легкие, ЦНС, сердечно-сосудистую систему и др.) [2, 3].

Наиболее близким (прототипом) является чаще всего используемый способ получения экспериментальной гемолитической анемии путем однократного внутрибрюшинного введения фенилгидразина, гемолитического яда замедленного действия морским свинкам и крысам в виде 2-5 % раствора в дозах 20-150 мг/кг и наблюдения за картиной периферической крови (максимум изменений на 2-5 сут) в течение 2-3 недель [3, 4).

Однако при применении данного способа также наблюдаются побочные эффекты со стороны внутренних органов: некробиотические изменения в печени, почках, головном мозгу и других органах [3].

Задачей, решаемой данным изобретением, является создание модели гемолитической анемии с другим механизмом действия и малотоксичной.

Поставленная задача решается путем однократного внутрибрюшинного введения в дозах от 0,6 до 1,5 мг/кг высокомолекулярного полиэтиленоксида (ВМПЭО) с молекулярной массой 3-610 6 дальтон.

Новым является то, что вводят лабораторным животным высокомолекулярный полиэтиленоксид (ВМПЭО) с молекулярной массой 3-610 6 дальтон.

В проанализированной авторами научно-медицинской и патентной литературе не найдено данных отличительных признаков, приводящих к новой поставленной технической задаче. Данный способ моделирования прошел испытания в НИИ фармакологии. Таким образом, данное техническое решение соответствует критериям изобретения “новизна”, “изобретательский уровень”, “промышленно применимо”.

Способ осуществляют следующим образом: экспериментальному животному (крыса) вводят однократно внутрибрюшинно ВМПЭО с молекулярной массой 3-610 6 дальтон в дозах 0,6-1,5 мг/кг. При исследовании показателей периферической крови (гемоглобин, эритроциты, гематокрит, ретикулоциты, гемолитическая резистентность эритроцитов), костного мозга (содержание эритронормобластов), билирубина в сыворотке крови через 6 ч на 2, 5, 7 и 9 сут выявляются признаки гемолитической анемии (снижение гемоглобина, эритроцитов, гематокритного числа, увеличение числа ретикулоцитов, гемолиза эритроцитов, билирубина в периферической крови и эритронормобластов в костном мозге). Максимум перечисленных изменений наблюдается на 2-5 сут.

Конкретное выполнение способа.

Эксперименты проведены на 120 неинбредных крысах-самцах. При введении им высокомолекулярного полиэтиленоксида (ВМПЭО), линейного полимера с молекулярной массой 3-610 6 дальтон, однократно внутрибрюшинно в дозах 0,6, 1,0, 1,5 и 2,0 мг/кг наблюдается дозозависимое развитие анемии (снижение содержания гемоглобина, эритроцитов, гематокрита) регенераторного характера (увеличение числа ретикулоцитов и в костном мозге содержания эритронормобластов) с максимумом изменений на 2-5 сут опыта (см. таблицу). Доза для моделирования гемолитической анемии выбрана экспериментально. Введение ВМПЭО с молекулярной массой 3-610 6 дальтон в дозе менее 0,6 мг/кг не приводит к развитию анемии, в дозе 2,0 мг/кг вызывает развитие сгущения крови и высокий процент гибели (более 60%) животных в первые сутки опыта.

Для подтверждения гемолитического характера анемии определялась гемолитическая резистентность эритроцитов, содержание общего билирубина в сыворотке крови, проводили подсчет миелограмм костного мозга. Было показано при введении ВМПЭО с молекулярной массой 3-610 6 дальтон увеличение уровня гемолиза эритроцитов, содержания общего билирубина в сыворотке крови и процента эритронормобластов в костном мозге, что подтверждает гемолитический характер развивающейся анемии.

Эти данные приведены в таблице для максимально переносимой дозы (1,5 мг кг).

Обоснование способа: предлагаемый способ изучения позволяет осуществить моделирование гемолитической анемии путем применения ВМПЭО с молекулярной массой 3-610 6 дальтон, обладающего меньшей токсичностью и другим механизмом действия, нежели фенилгидразин. ВМПЭО с молекулярной массой 3-610 6 дальтон обладает способностью вызывать развитие внутрисосудистого гемолиза эритроцитов в результате влияния на микроциркуляцию и сопротивление крови [5]. Способ позволяет получить стойкую анемию со стабильно низким уровнем гематокрита, гемоглобина и эритроцитов (2-5 сут). Таким образом, предлагаемый способ менее токсичен и обладает другим механизмом действия.

1. Кассирский И.А., Алексеев Г.А. Клиническая гематология. — Москва: Медицина, 1970. — С.259-260.

2. Рашевская А.М., Зорина Л.А. Профессиональные заболевания системы крови химической этиологии. — Москва: Медицина, 1968. — 304с.

3. Малышева Н.М., Тетерина В.И. Картина крови, костномозговое кроветворение и патогистологические изменения при фенилгидразиновой анемии //Материалы теоретической и клинической медицины. — Томск, 1964, вып 4. — С.42-47.

4. Шперлинг И.Г. Морфофункциональный статус эритроцитов при экспериментальных метгемоглобинемиях: Дисс. к. м. н. — Томск, 2002. — 182с.

5. Чернышева Г.А., Плотников М.Б., Смольякова В.И., Фомина Т.И. Механизмы токсических эффектов высокомолекулярного полиэтиленоксида //Бюл.. эксперим. и клин. мед. — 2002, Приложение №1.-С.31-34.

Способ моделирования гемолитической анемии путем однократного внутрибрюшинного введения экзогенного фактора лабораторным животным, отличающийся тем, что вводят высокомолекулярный полиэтиленоксид с молекулярной массой 3-6·10 6 Дальтон в дозах 0,6-1,5 мг/кг.

источник

Изобретение относится к экспериментальной медицине, патологической физиологии, гематологии.

С целью моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии применяют различные химические агенты.

Традиционным является способ моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии путем введения в организм экспериментального животного гемолитического яда — фенилгидразина, с использованием разных способов введения (Репина Е.Н., 2007; Иванкова Ж.Е., 2007; Улитко М.В., 2008; Жернов Ю.В., 2009). Недостатком фенилгидразиновых моделей является разная выраженность гемолитической анемии у животных разного возраста (Пахрова О.А., 2002).

В литературе есть данные о применении других веществ для моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии. Модель, предлагаемая E1-Ashmawy I.M. et al., 2010, подразумевает введение экспериментальным животным азатиоприна (25 мг/кг массы тела) (E1-Ashmawy I.M. et al., 2010). Недостатком является очень высокая токсичность вводимого вещества, вследствие чего гемолиз эритроцитов сопровождается развитием полиорганной патологии на фоне токсического воздействия.

Bazzoni G.B. et al., 2005, в качестве токсического агента для моделирования токсической гемолитической анемии рекомендуют использование алюминия (Al III) — металла без какой-либо определенной биологической функции, тем не менее его накопление в организме может привести к токсическому воздействию. Недостатком модели является необходимость длительного (в течение трех месяцев) введения алюминия экспериментальным животным.

Прототипом является экспериментальная модель Moreira-Rodrigues M. et al., 2010, основанная на введении экспериментальным животным (крысам) сулемы (HgCl2). Но эта модель, помимо формирования гемолитической анемии у экспериментальных животных, характеризуется системным аутоиммунным процессом, приводящим через 14-21 день к развитию грубой полиорганной патологии со стороны сердечно-сосудистой системы и почек (Moreira-Rodrigues M. et al., 2010), что не обеспечивает соответствия модели клиническому течению приобретенной гемолитической анемии.

Технический результат: повышение специфичности способа моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии в эксперименте.

Указанная задача достигается путем однократного внутрибрюшинного введения нелинейным белым крысам 2-бутоксиэтанола (C6H14O2) в эмпирически выбранной дозировке 20 мг/кг массы тела (в среднем 4 мг на животное).

2-Бутоксиэтанол (C6H14O2) — широко используемый во многих отраслях промышленности реагент; к настоящему времени в условиях in vitro установлено, что метаболиты 2-бутоксиэтанола являются сильными гемолитическими ядами (Ghanayem B.I., Sullivan Ch.A., 2002). Однако способа экспериментального моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии с использованием 2-бутоксиэтанола в зарубежной и отечественной литературе не найдено.

Способ осуществляют следующим образом. Лабораторному животному (нелинейной белой крысе) однократно под легким эфирным наркозом внутрибрюшинно вводят 2-бутоксиэтанол (C6H14O2) в эмпирически выбранной дозировке 20 мг/кг массы тела животного (4 мг на животное). Рабочий раствор (0,4%) получают следующим способом: 180 мкл чистого 2-бутоксиэтанола (в 1 мл 1 г вещества) разводят 45 мл воды для инъекций. В результате 1 мл полученного рабочего раствора содержит 4 мг 2-бутоксиэтанола (дозировка на одно животное). Внутрибрюшинно вводят 1 мл рабочего раствора однократно.

Примеры конкретного выполнения.

Пример 1. Крыса, самец, масса 210 г. Перед началом эксперимента проведен забор периферической крови из хвостовой вены — с целью анализа исходных показателей, а также 100 мкл крови дополнительно — для получения эритромассы с последующим замораживанием при температуре -18°C (для последующей постановки реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов — по окончании эксперимента). После чего внутрибрюшинно под эфирным наркозом введено 4,0 мг 2-бутоксиэтанола (1 мл 0,4%-ного рабочего раствора). Спустя 10 суток наблюдения у животного взята кровь из хвостовой вены — с целью анализа показателей периферической крови. После забора крови животное выведено из эксперимента под эфирным наркозом с соблюдением правил эвтаназии. Проведен забор крови из полости сердца — для получения сыворотки. Проведен забор органов (печень, селезенка, почки) для гистологического исследования.

Показатели периферической крови до начала эксперимента: количество эритроцитов — 6,332·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 124 г/л, количество ретикулоцитов — 1,378%, количество лейкоцитов — 6232 в 1 мкл крови, лимфоциты — 68%, абс. — 4237, нейтрофилы сегментоядерные — 23%, абс. — 1433, нейтрофилы палочкоядерные — 2%, абс. — 125, нейтрофилы юные — 0%, абс. — 0, моноциты — 3%, абс. — 187, эозинофилы — 4%, абс. — 250, базофилы — 0%, абс. — 0. Показатели периферической крови к концу эксперимента (10-е сутки после введения бутоксиэтанола): количество эритроцитов — 4,567·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 86 г/л, количество ретикулоцитов — 4,2%, количество лейкоцитов — 4810, лимфоциты — 60, абс. — 2790, нейтрофилы сегментоядерные — 27%, абс. — 1299, нейтрофилы палочкоядерные — 4%, абс. — 192, нейтрофилы юные — 1%, абс. — 48, моноциты — 6%, абс. — 289, эозинофилы — 2%, абс. — 96, базофилы — 2%, абс. — 96.

То есть к концу эксперимента у экспериментального животного отмечалось уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, рост количества ретикулоцитов, что свидетельствует о развитии у животного гемолитической анемии; в лейкоцитарной формуле — уменьшение относительного и абсолютного количества лимфоцитов, увеличение суммарного количества (относительного и абсолютного) нейтрофилов, увеличение количества моноцитов.

Результаты реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов: гемолиз, титр — разведение 1:64, log=6.

Результаты гистологического исследования: в селезенке животного выявлен гемосидероз красной пульпы, что является типичным проявлением гемолитической анемии. В ткани почек патологических изменений не обнаружено. В печени животного выявлены ограниченные участки зернистой и жировой дистрофии гепатоцитов.

Таким образом, у экспериментального животного, которому был введен однократно внутрибрюшинно 2-бутоксиэтанол, отмечалось развитие приобретенной токсической гемолитической анемии, о чем свидетельствовало значительное уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, наличие реакции агглютинации собственной сывороткой животного аутологичных эритроцитов, а также ретикулоцитоз периферической крови и гемосидероз красной пульпы селезенки. В то же время в печени и почках животного не выявлено значимых изменений токсического характера.

Пример 2. Крыса, самка, масса 186 г. Перед началом эксперимента проведен забор периферической крови из хвостовой вены — с целью анализа исходных показателей, а также 100 мкл крови дополнительно — для получения эритромассы с последующим замораживанием при температуре -18°C (для последующей постановки реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов — по окончании эксперимента). После чего внутрибрюшинно под эфирным наркозом введено 4,0 мг 2-бутоксиэтанола (1 мл 0,4%-ного рабочего раствора). Спустя 10 суток наблюдения у животного взята кровь из хвостовой вены — с целью анализа показателей периферической крови. После забора крови животное выведено из эксперимента под эфирным наркозом с соблюдением правил эвтаназии. Проведен забор крови из полости сердца — для получения сыворотки. Проведен забор органов (печень, селезенка, почки) для гистологического исследования.

Показатели периферической крови до начала эксперимента: количество эритроцитов — 6,579·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 118 г/л, количество ретикулоцитов — 1,5%, количество лейкоцитов — 6232 в 1 мкл крови, лимфоциты — 72%, абс. — 4487, нейтрофилы сегментоядерные — 21%, абс. — 1309, нейтрофилы палочкоядерные — 1%, абс. — 62, нейтрофилы юные — 0%, абс. — 0, моноциты — 2%, абс. — 124, эозинофилы — 3%, абс. — 188, базофилы — 1%, абс. — 62. Показатели периферической крови к концу эксперимента (10-е сутки после введения бутоксиэтанола): количество эритроцитов — 3,247·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 78 г/л, количество ретикулоцитов — 4,12%, количество лейкоцитов — 4810, лимфоциты — 61, абс. — 2934, нейтрофилы сегментоядерные — 18%, абс. — 866, нейтрофилы палочкоядерные — 3%, абс. — 144, нейтрофилы юные — 4%, абс. — 192, моноциты — 8%, абс. — 386, эозинофилы — 5%, абс. — 240, базофилы — 1%, абс. — 48.

То есть к концу эксперимента у экспериментального животного отмечалось уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, рост количества ретикулоцитов, что свидетельствует о развитии у животного приобретенной токсической гемолитической анемии; в лейкоцитарной формуле — уменьшение относительного и абсолютного количества лимфоцитов, увеличение суммарного количества (относительного и абсолютного) нейтрофилов, увеличение количества моноцитов.

Результаты реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов: гемолиз, титр — разведение 1:128, log=7.

Следовательно, у экспериментального животного, которому был введен однократно внутрибрюшинно 2-бутоксиэтанол, отмечалось развитие приобретенной токсической гемолитической анемии, о чем свидетельствовало значительное уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, наличие реакции агглютинации собственной сывороткой животного аутологичных эритроцитов, а также ретикулоцитоз периферической крови.

Результаты гистологического исследования: в селезенке животного выявлен гемосидероз красной пульпы, что является типичным проявлением гемолитической анемии. В ткани почек патологических изменений не обнаружено. В печени животного выявлены ограниченные участки зернистой дистрофии гепатоцитов и умеренное расширение синусоидных капилляров.

Таким образом, у экспериментального животного, которому был введен однократно внутрибрюшинно 2-бутоксиэтанол, отмечалось развитие приобретенной токсической гемолитической анемии, о чем свидетельствовало значительное уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, наличие реакции агглютинации собственной сывороткой животного аутологичных эритроцитов, а также ретикулоцитоз периферической крови и гемосидероз красной пульпы селезенки. В то же время в печени и почках животного не выявлено значимых изменений токсического характера.

Пример 3. Крыса, самец, масса 232 г. Перед началом эксперимента проведен забор периферической крови из хвостовой вены — с целью анализа исходных показателей, а также 100 мкл крови дополнительно — для получения эритромассы с последующим замораживанием при температуре -18°C (для последующей постановки реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов — по окончании эксперимента). После чего внутрибрюшинно под эфирным наркозом введено 4,0 мг 2-бутоксиэтанола (1 мл 0,4%-ного рабочего раствора). Спустя 10 суток наблюдения у животного взята кровь из хвостовой вены — с целью анализа показателей периферической крови. После забора крови животное выведено из эксперимента под эфирным наркозом с соблюдением правил эвтаназии. Проведен забор крови из полости сердца — для получения сыворотки. Проведен забор органов (печень, селезенка, почки) для гистологического исследования.

Показатели периферической крови до начала эксперимента: количество эритроцитов — 6,779·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 138 г/л, количество ретикулоцитов — 1,62%, количество лейкоцитов — 7734 в 1 мкл крови, лимфоциты — 69%, абс. — 5336, нейтрофилы сегментоядерные — 22%, абс. — 1701, нейтрофилы палочкоядерные — 2%, абс. — 155, нейтрофилы юные — 1%, абс. — 77, моноциты — 4%, абс. — 310, эозинофилы — 2%, абс. — 155, базофилы — 0%, абс. — 0. Показатели периферической крови к концу эксперимента (10-е сутки после введения бутоксиэтанола): количество эритроцитов -3,182·10 9 в 1 мкл крови, концентрация гемоглобина — 81 г/л, количество ретикулоцитов — 4,55%, количество лейкоцитов — 3980, лимфоциты — 59, абс. — 2348, нейтрофилы сегментоядерные — 22%, абс. — 876, нейтрофилы палочкоядерные — 5%, абс. — 199, нейтрофилы юные — 1%, абс. — 40, моноциты — 9%, абс. — 358, эозинофилы — 3%, абс. — 119, базофилы — 1%, абс. — 40.

То есть к концу эксперимента у экспериментального животного отмечалось уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, рост количества ретикулоцитов, что свидетельствует в пользу развития у животного приобретенной гемолитической анемии; в лейкоцитарной формуле отмечалось уменьшение относительного и абсолютного количества лимфоцитов, увеличение суммарного количества (относительного и абсолютного) нейтрофилов, увеличение количества моноцитов.

Результаты реакции агглютинации сывороткой животного аутологичных эритроцитов: гемолиз, титр — разведение 1:64, log=6.

Результаты гистологического исследования: в селезенке животного выявлен гемосидероз красной пульпы, что является характерным признаком гемолитической анемии. В ткани почек патологических изменений не обнаружено. В печени животного выявлены ограниченные участки жировой дистрофии гепатоцитов и умеренное расширение синусоидных капилляров.

Таким образом, у экспериментального животного, которому был введен однократно внутрибрюшинно 2-бутоксиэтанол, отмечалось развитие приобретенной токсической гемолитической анемии, о чем свидетельствовало значительное уменьшение концентрации гемоглобина, количества эритроцитов, наличие реакции агглютинации собственной сывороткой животного аутологичных эритроцитов, а также ретикулоцитоз периферической крови и гемосидероз красной пульпы селезенки. В то же время в печени и почках животного не выявлено значимых изменений токсического характера.

Способ моделирования приобретенной токсической гемолитической анемии в эксперименте путем введения нелинейным белым крысам гемолитического яда, отличающийся тем, что нелинейным белым крысам однократно внутрибрюшинно вводят 0,4%-ный раствор 2-бутоксиэтанола (CHO) в дозе 20 мг/кг массы тела животного.

источник

Классы МПК: G09B23/28 в медицине
Автор(ы): Карпова Г.В. (RU) , Абрамова Е.В. (RU) , Ветошкина Т.В. (RU) , Ламзина Т.Ю. (RU)
Патентообладатель(и): Карпова Галина Васильевна (RU),
Абрамова Елена Васильевна (RU),
Ветошкина Татьяна Владимировна (RU),
Ламзина Татьяна Юрьевна (RU)
Приоритеты: